A simple device for microinjections, manipulations and measurements using an electromorphological chip under microinterferometric control of the interface and membrane processes at the thickness range of 5-1000 nm at different angles
___________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ Оглядові та проблемні статті Reviews and topical articles
О.В.Градов Ф.А.Насиров А.А.Скрынник А.Г.Яблоков
Институт энергетиче-ских проблем химиче-ской физики РАН им. В.Л.Тальрозе Лаборатория биологи-ческого воздействия наноструктур (005) Москва, Российская Федерация
Ключевые слова: микроэлектроды, мик-роинтерферометр, микроперфузия, патч-кламп, микроманипу-ляция, перфузия оди-ночных клеток, цито-электрофизиологиче-ский чип.
Надійшла : 07.11.2017
Прийнята : 26.11.2017
УДК: 57.085.2+576.08+577.12+611.018.8+541.18+531.715.1
ПРОСТОЕ МЕТОДИЧЕСКОЕ ПРИСПО-СОБЛЕНИЕ ДЛЯ МИКРОИНЪЕКТОРНЫХ МАНИПУЛЯЦИЙ И ИЗМЕРЕНИЙ НА ЭЛЕКТРОМОРФОЛОГИЧЕСКОМ ЧИПЕ ПРИ МИКРОИНТЕРФЕРОМЕТРИЧЕСКОМ КОНТРОЛЕ ИНТЕРФЕЙСНЫХ И МЕМ-БРАННЫХ ПРОЦЕССОВ НА ДИАПАЗОНЕ ТОЛЩИН ОТ 50 ДО 10000 АНГСТРЕМ ПОД РАЗНЫМИ УГЛАМИ
Реферат.
Микроманипуляции, перфузии и измерения, проводимые с использованием стеклянных микроэлектродов, являются классической техникой экспериментально-морфологических и мембранно-электрофизиологических исследований на уровне от-дельных клеток и мембранных поверхностей. Стандартный (эффективный) диаметр стеклянного микроэлектрода в оконечной области составляет от 500 нм до менее, чем 100 нм, что препятствует использованию стандартных оптических микроскопов для его наблюдения. Нами предлагается конфигурация установки для микроперфузии, микро-манипуляции и микроэлектродных измерений с интерферометрическим контролем про-цессов на интерфейсе клеток и капилляров/электродов.
Morphologia. – 2017. – Т. 11, № 4. – С. 7-17. © О.В.Градов, Ф.А.Насиров, А.А.Скрынник, А.Г.Яблоков, 2017 (cid:13) [email protected]
Gradov O.V., Nasirov F.A., Skrynnik A.A., Jablokov A.G. A simple device for microinjections, manipulations and measurements using an electromorphological chip under microinterferometric control of the interface and membrane processes at the thickness range of 5-1000 nm at different angles. ABSTRACT.
Micromanipulations, perfusions and measurements performed using glass microelectrodes filled with an elec-trolyte is a conventional technique for experimental morphological and membrane electrophysiological studies at a single cell and membrane surface level. The typical (effective) diameter of the end of the glass microelectrode is from 500 up to less than 100 nm, which prevents one from observing it using a standard optical microscope in accordance with the optical resolu-tion criteria, since the diameter less than 500 nm is indistinguishable within the interference zone. Microprocessor program-ming of the puller (microforge) that provides pulling and tearing allows to obtain in certain regimes the adjusted diameter and shape of the micropipette tip, although this result is not fully controlled due to the above limitations. In this connection it is necessary to design the control devices for the micropipette tips both at the preparation and operation stages (intracellular or extracellular insertion). This method also should provide visualization of the processes occurring upon interaction of the mi-croelectrode tip with the cell in real time, depending on the electrode type and state, which allows to level the artifacts arising with the systematic error frequency from the uncontrolled operation of the micropipette tip after different ways of the micro-electrode filling with the electrolyte. We propose an installation scheme that solves the above problems by means of intro-ducing an interferometric device for microscopic control of the microelectrode and micromanipulator or microperfusor, for the first time for a given type of optical instruments combined with the interferometric optical scheme.
Key words : microelectrodes, microinterferometer, microperfusion, patch-clamp, micromanipulation, single cell perfusion, cytoelectrophysiological chip.
Citation:
Gradov OV, Nasirov FA, Skrynnik AA, Jablokov AG. [A simple device for microinjections, manipulations and measurements using an electromorphological chip under microinterferometric control of the interface and mem-brane processes at the thickness range of 5-1000 nm at different angles]. Morphologia. 2017;11(4):7-17. Rus-sian. _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ Введение
Проблема взаимодействия между микро-электродом и клеткой в тонком эксперименте, с позиций биофизики поверхности [1-3], является одновременно проблемой физической химии по-верхности электрода и биофизической химии интерфейсных с ним областей клетки, завися од-новременно от электростатических характери-стик конкретных марок специального стекла и конкретного электролита в стеклянном микро-электроде по физическим источникам сигнала зондирования, и от биологической геометрии эксперимента (внеклеточное, внутриклеточное или интерфейсное отведение конкретного элек-трода) по ожидаемому характеру его сигналов. При этом, в отсутствие точных и достоверных техник наблюдения кончика микроэлектрода в среде (так как при диаметре конуса менее 500 нм он теряется в интерференционной кайме на обычной оптической цифровой или аналоговой микрофотографии) ничего конкретного о том или ином типе процессов в активной зоне интерфейса клетка-электрод (на острие последнего) в экспе-риментальных статьях определить невозможно. Работы, выполняемые на стандартных световых микроскопах, физически лишены данных о про-цессах на границе «электрод-клетка» и «элек-трод-среда» в силу ограниченности их разреше-ния критерием Рэлея, а продвижение в ультра-фиолетовую область изменяет сам ход подобных процессов, негативно воздействует на клетку и, как следствие, не обеспечивает неразрушающий контроль в ходе эксперимента. Так как явления диффузии, ионофореза, электроосмоса и сопутст-вующие им флюидные эффекты работают на ре-гистрируемых оптическими средствами про-странственных масштабах, однако только на масштабах, фиксируемых интерферометрически-ми методами, логично опробовать, предваритель-но теоретически обосновав, интерференционные методы контроля «в реальном времени», in situ , в процессе эксперимента. Физические экспериментальные интерферо-метрические исследования диффузии имеют на-чалом 1940-е годы, работы Лонгсворта, Гостинга и Лайонса с соавторами [4-11]. Эти исследования, базировавшиеся, зачастую [9, 10], на методе Гуи, генеральная физическая теория которого была разработана Гостингом и Онзагером [12], соста-вили основу интерферометрии в физической хи-мии диффузии и биохимии (например – интерфе-рометрические измерения для анализа диффузии глюкозы, мочевины, глицина и т.д. [7, 9, 10]) со-ответствующих процессов как in vitro , так и in vivo . Альтернативные работы, выполненные поз-же по схеме интерферометра Жамена (либо, что точнее, интерферометрического рефрактометра Жамена) [13, 14], приводили к аналогичным ре-зультатам и также способствовали развитию ин-терференционных техник в биохимии, легших в основу некоторых типов хроматографических детекторов, измеряющих в качестве первичного сигнала диффузию. Интерференционные диффу-зионные измерения для нужд хроматографии актуальны до настоящего времени, так как цео-литы, использующиеся в большом количестве методов как набивка колонок, эффективно кон-тролируются в динамике интерференционными методами, особо микроинтерферометрического плана [15-21], что свойственно для большинства исследований диффузии, сопряженных с кри-сталлическим состоянием вещества [22-24]. Од-нако клетка не является, в качественном смысле термина, ни твердым телом, ни жидкостью – к ней неприменимы в чистом виде ни жидкофаз-ные техники, которые адекватны для wet biochemistry [7, 9, 10] или аналогичных измере-ний небиологических жидкостей [25] (тот же метод Гуи), ни твердофазные подходы, включая использующиеся для измерений при процессах затвердевания типа градиентной солидификации [26]. Более того, по принципам биофизической термодинамики, невозможно сравнивать гомо-генную диффузию в безмембранной стремящей-ся к равновесию системе (например – диффузию солей некоторых органических кислот в воде, хорошо визуализируемую стандартным интер-ферометрическим путём, например – с использо-ванием интерференционного метода Гуи [27]), и в гетерогенной / структурированной или частич-но упорядоченной (soft matter) среде, к типу ко-торых относят, в частности, многофазные смеси биополимеров и цитоплазму. Следует учитывать подвижные границы молекулярной сети [28] и свойства самих полимеров [29,30] клетки, рас-сматривая её в контексте физической химии как гельсодержащую структуру и структуру, спо-собную к золь-гель-переходам (с первой полови-ны ХХ века [31-34] до настоящего времени [35-40]) и их регуляции внешними физическими (электрическими, термическими, фотофизиче-скими, радиационными) факторами, так как при данном рассмотрении приобретает «эвристиче-скую ценность» применение к клеточным объек-там диффузиометрических интерферометриче-ских методов, адекватных для гелевых белковых систем [41]. Существенную трудность представляет то, что интерфейс цитоплазмы клетки и среды в диффузионном аспекте опосредован мембраной, в то время как возможности анализировать эф-флюкс с обратной стороны мембраны / изнутри клетки интерферометрическими методами не представляется возможным. Однако эти методы эффективно используются для измерений и ви-зуализации: 1) поверхностной мембранной топографии [42]; 2) водной проницаемости и осмотических явлений в мембранных структурах [43]; _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
93) фазовых переходов в биологических мем-бранах [44]; 4) реологических свойств, растяжимости и деформаций биологических мембран [45,46]; 5) ориентационных эффектов в липидных мембранах на чипе [47] (в том числе – векторной ориентации мембранных белков при использова-нии рентгеновской интерферометрии и гологра-фии [48] или векторной ориентации ионных ка-налов по данным корпускулярной – нейтронной интерферометрии [49]); 6) адгезии клеток к поверхности [50]; 7) эффектов взаимодействия компонентов мембран с разными лигандами (в таких случаях используют, как правило, интерферометрию об-ратного рассеяния [51,52], даже когда речь в ра-ботах идёт о мембранных белках [53]; анализ взаимодействия с пептидами зачастую произво-дится поляризационно-интерференционными методами [54]); 8) коллективных движений в мембране раз-личной амплитуды [55]; 9) функционально-морфометрических карт мембран с использованием оптики Номарского [56] и по данным самоинтерференции флуорес-ценции [57]; 10) активности пролиферации клетки – с по-зиций анализа ILMS (Internal Limiting Membrane Specimens) [58]; 11) нейрофизиологических внутриклеточных и мембранных процессов на уровне нейронов в развитии и реакции, и их формирующегося в ре-зультате этой активности коннектома [59]. Исходя из пунктов приведенного списка, связанных с межфазным взаимодействием или взаимодействием мембранных компонент с внешними агентами, рационально предположить, что нельзя рассматривать клеточную мембрану как интактную или инертную структуру, как это принято в простой механической трактовке, по-рождающей упрощенный подход к данным био-мембранной интерферометрии (формально апел-лирующий к целям обычной инженерно-физической интерферометрии оболочек и дефор-мирующихся поверхностей [60-64], что в прин-ципе верно, но может быть применено более к «анатомическим» макромасштабным или мезо-масштабным «мембранам» – хориоаллантоисной оболочке [65], тимпанальной [66-69], базилярной [70], fenestra cochleae / fenestra rotunda [71], эндо-телия роговицы [72] и т.п.). При иных подходах к интерпретации – изменяется спектр явлений, ко-торые могут быть исследованы по принципам микроинтерферометрии в реальном времени. Чем большее число динамических в основе своей яв-лений исследователь сможет проконтролировать в ходе микроэлектродного и микроперфузионно-го (требующего, как минимум, ешё учета текуче-сти мембран и жидкостей, вводимых в них [73]) эксперимента, тем более он будет застрахован от артефактов и тем более точным будет представ-ление о комплексных изучаемых им механизмах, происходящих в ему подконтрольной экспери-ментальной среде. Если не вводить чисто твердотельные ин-терференционные диффузионные ограничения [74], то измерять диффузию через ограничиваю-щие и прерывающие её системы типа мембран и границ раздела, а также пространственных барь-еров прерывания, возможно, даже исходя из ста-рых подходов [75], также как и диффузию через абстрактные реактивные оболочки (ESPI –спекл-интерферометрией [76] и другими методами), по интерференционным полосам. Первые результа-ты по определению коэффициентов диффузии интерпретацией интерференционных полос в физической химии относятся к границе первой и второй половин ХХ века, а подходы к скорост-ному расчету коэффициентов диффузии по рэле-евским полосам внедрены в 1960-е годы [77] (эти работы были продолжены впоследствии – см. статьи по анализу коэффициентов диффузии по прогрессии интерференционных полос 1980-х гг. [78] и наиболее современные в инструменталь-ном плане публикации по определению коэффи-циентов диффузии по полосам регистрограмм интерферометров Маха-Цендера, являющихся модификацией интерферометра Жамена, упомя-нутого выше [79]). Однако специализированных систем анализа реактивности мембран клеток (по диффузии в процессе эксперимента) с интерфе-ренционными полосами до настоящего времени не создано. Можно было бы сопрячь это с отсут-ствием моделей, методов и идеологий расшиф-ровки для сложных диффузионных режимов, в частности, сопряженных (в случае цитоэлектро-физиологически активных мембран) с биоэлек-трогенезом. Однако: для задач мембранного электроосмоса на границе раздела фаз сущест-вуют развитые модели [80], а для рассматривае-мого как функционально мембраномиметиче-ский процесс обратного осмоса существует раз-витая индустрия микроинтерферометрического, в частности голографического интерферометри-ческого контроля процессов [81-86]. Следова-тельно, объективных (т.е. физико-химических) предпосылок для отсутствия техники интерфе-рометрического контроля диффузии, ионофоре-за, электроосмоса и сопутствующих флюидных эффектов в пограничном слое микроэлектрода и клетки при экспериментально-биологических работах, в принципе, не имеется. Ниже описыва-ется создание простейшего DIY-стенда микроин-терферометрических измерений вблизи микро-электрода, обеспечивающее контроль ряда явле-ний массопереноса в зоне интерфейсов клетки, среды и электрода.
Конструкция устройства . Нами в качестве исходного интерферомет-рического модуля использовался стандартный _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
10 промышленный многолучевой микроинтерферо-метр МИИ-11 индустриального назначения, в котором многолучевая интерференция имплемен-тируется посредством подборки стеклянных пла-стин с избирательным (селективным) отражением излучения. Эффективность применения данного аппарата, в идеальной конфигурации, достигается при использовании когерентного – лазерного мо-нохроматического источника с заданной длиной волны, так как при наложении пластины на объ-ект или ином контакте исследуемого объекта с ней при монохроматическом облучении в проме-жуточном пространстве наблюдается многократ-ное отражение излучения, фиксируемое цифро-вой камерой на окуляре прибора. Использование камеры вместо окуляр-микрометра позволяет выполнять на ЭВМ измерения интерференцион-ных полос, которые по механизму генерации и локализации соответствуют особенностям струк-туры микрообъекта. Точность подобных измере-ний чрезвычайно высока. Реализована возмож-ность измерений по толщине от 50 до 100³ Å. Это адекватно толщинам биологических мембранных структур как с учетом кортикальных и экстра-целлюлярных прилежащих областей, так и без учета таковых. Нами был использован микроин-терферометр МИИ-11 исходно с некогерентным облучением, однако затем были установлены три лазерных диода (405 нм, 532 нм, 650 нм). Благо-даря этим элементарным усовершенствованиям, была реализована возможность спектрозонально-го (т.е. в R-, G-, B- фотоколориметрических диа-пазонах спектра) измерения разных структур. Нами данные источники использовались только в монохроматическом режиме без перекрытия, так как в противном случае суммарная энергия выво-дила из строя объект/или матрицу. Объектив был подобран специально. Окуляр-микрометр, рабо-тавший на некогерентной версии, заменен циф-ровой камерой с соответствующим расширенным программным обеспечением (c ImageJ). В ряде электрофизических и флюидных экспериментов стеклянные пластины с селективным отражением совмещались с чипом. По данным методических материалов ИТМО, для режима многолучевой интерференции возможно расширение нижнего предела измерений до h =0,003 мкм или неодно-родности от R a a Рис. 1. Общая конфигурация установки.
Вся арматура инъектора, с целью уточнен-ного позиционирования, привинчивалась винта-ми к корпусу интерферометра, за счет чего дос-тигалась вибрационная согласованность измере-ний (вместо монтажа на столе лазерной установ-ки или оптических рельсах / напольной оптиче-ской скамье). Координатным столом осуществ-лялось перемещение в частности – вращение в горизонтальной ротационной сетке с угловой разметкой в полярных координатах, носителей образцов, в частности чипов, в силу чего явля-лось возможным установление угловых зависи-мостей сигнализации клеток, их векторной / уг-ловой направленности морфогенеза (нейрого-ниометрия на чипе) и ориентации в эксперимен-тальных полях (см. рис. 2). В качестве метрологической схемы измере-ний использовались фазочувствительные (т.е. синхронные по детектированию) схемы усиле-ния и анализа (Princeton Applied Research 5208 – Two Phase Lock in Analyzer и Princeton Applied _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
Рис. 2. Системы углового позиционирования мик-романипулятора.
В настоящее время ведутся работы по адап-тации интерференционного метода для иных спо-собов микроинъекции в клеточные тест-системы не только для чипов биотестирования, но и для усеченных 96-луночных (и иных) планшет. В ча-стности, готовится интерференционная система регистрации на альтернативных принципах для схем микроинъекции с капиллярной хроматогра-фической микроколонки, как это показано на рис. 3. Данная система может также работать в режи-ме снятия электрического сигнала с корпуса ко-лонки. Дополнительно может быть введен зонд непосредственно в планшетную лунку с помо-щью микроманипулятора типа «OPTON» с управлением перемещением джойстиком с пуль-та, подающим сигнал на шаговые двигатели (изо-бражен на заднем плане рис. 3).
Обсуждение
Данная конструкция физически исходит «из первых принципов» капиллярной оптики и бази-рующихся на ней технических средств анализа. При расчетах принимаются во внимание много-лучевая интерференция в капилляре и формиро- вание трехмерных интерференционных паттер-нов в нём [87,88] (для нестеклянных микроэлек-тродов сверхмалого диаметра – таких как угле-родные волоконные микроэлектроды – это мет-рологически существенно по физическим при-чинам, поскольку абляционные паттерны лазер-ной интерференции приводят к изменению уров-ня сигнала энзиматического детектирования [89]). Учитываются нелинейные зависимости показателя преломления среды [90] (в частности, для витальных красителей, которыми может быть окрашена клетка – которые могут поверх-ностно взаимодействовать с капилляром [91] и диффузионно изменять граничные параметры заполнения капилляра электролитом). Исходя из классических физико-математических представ-лений [92], делается возможным измерение ка-пиллярных констант вязких (превалентно, нень-ютоновских) жидкостей, к которым отчасти от-носится содержимое экспериментальной плат-формы, содержащей клетку и внеклеточную сре-ду. Для методов микрокоагуляции и микроабля-ции клеток (имплементируемых, начиная с работ Чахотина, в УФ-диапазоне, а начиная с XXI века – с использованием микрокапилляров как свето-водов / оптических волноводов для лазерного излучения, вводимого в клетку, либо с использо-ванием капиллярных эмиссионных дуг) возмож-но рассчитать интерференционные и эмиссион-ные эффекты селективно к используемым дли-нам волн вводимого манипулятором в клетку излучения; аналогично обстоит дело для эмисси-онного спектрального микроанализа и позици-онно-чувствительных методов лазерной искро-вой спекроскопии тканей [93]. Наивысшее геометрическое и технико-методическое подобие методов анализа отклика, обусловленного вводом капилляров (в частности – электрофизиологического отклика), имеет ком-плекс интерферометрических подходов, исполь-зуемых в капиллярном электрофорезе или ка-пиллярном микроэлектрофорезе. Интерференция обратно отраженного пучка на капилляре-колонке является источником данных автомет-рии показателя преломления при капиллярном электрофорезе [94]. Детектирование показателя преломления при лазерной интерферометрии, как правило, лежит в основе техник лазерного детектирования в капиллярном электрофорезе, работающих на принципах рефрактометрии ко-герентного излучения [95]. Для эквивалентных методов интерферометрии сред (с использовани-ем капилляров) необходим учет собственного показателя преломления стенок капилляра [96]. Подобные подходы лежат в основе измерений биологических агентов в капиллярно-интерференционных методах [97], в том числе – на базе флуоресцентных, а не обычных подхо-дов; в частности, применение стационарных пат-тернов интерференции в капиллярном электро- _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
12 форезе обнаруживает эффективность и для прин-ципов детектирования, ассоциированных с флуо-ресцентной корреляционной спектроскопией [98]. В настоящее время методы, основанные на изме-рениях интерференции на обратно отраженном пучке в капилляром электрофорезе получили ещё один нестандартный тренд развития – TLS – в сопряжении с термолинзовой спектроскопией (особо – коаксиальной TLS [99]), однако это практически бессмысленно имплементировать, интегрируя с микроскопией при эксперименте на живой ткани, поэтому данный тренд в настоя-щем обсуждении не рассматривается.
Рис. 3. Стенд монтажа интерференционной системы регистрации для схемы микроинъекции с капиллярной хро-матографической микроколонки с параллельным снятием сигнала с колонки.
Благодарности
Авторы выражают благодарность сотрудни-кам быв. лабораторий ЗИЛ и АЗЛК, откуда, бла-годаря любезности коллег, при ликвидации уда-лось получить микроинтерферометр МИИ-11, фазочувствительные усилители и фильтры. Авто-ры благодарят сотрудников Лаборатории Ней-ронной Структуры Мозга НЦН РАМН (ныне ли-квидированной) за предоставленные ими детали стереотактической установки. Авторы благодарят коллег из быв. НПО «Астрофизика» (реоргани-зовано в 2012 году – с ликвидацией структурных подразделений) за предоставление ряда экспе-риментальных оптических компонент. Закупки компонент установки за наличный расчет произ-ведены О.В. Градовым (ИНЭПХФ РАН).
Источники финансирования
Работа поддержана грантом РФФИ 16-32-00914.
Литературные источники References Scarpelli EM, Mautone AJ. Surface biophys-ics of the surface monolayer theory is incompatible with regional lung function. Biophysical journal. 1994;67(3):1080-9. doi: 10.1016/S0006-3495(94)80573-9 2.
Rutishauser U. Polysialic acid at the cell sur-face: biophysics in service of cell interactions and tissue plasticity. Journal of cellular biochemistry. 1998;70(3):304-12. doi: 10.1002/(SICI)1097- 4644(19980901)70:3<304::AID-JCB3>3.0.CO;2-R 3.
Beales PA. Biophysics: A toehold in cell sur-face dynamics. Nature Nanotechnology. 2017;12:404–6. doi: 10.1038/nnano.2017.20 4.
Longsworth LG. Experimental Tests of an In-terference Method for the Study of Diffusion. Jour-nal of the American Chemical Society. 1947;69(10):2510-6. doi: 10.1021/ja01202a077 5.
Kegeles G, Gosting LJ. The theory of an in- _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
Gosting LJ, Hanson EM, Kegeles G., Morris MS. Equipment and experimental methods for inter-ference diffusion studies. Review of Scientific In-struments. 1949;20(3):209-15. doi: 10.1063/1.1741490 7.
Gosting LJ, Morris MS. Diffusion studies on dilute aqueous sucrose solutions at 1 and 25 with the Gouy interference method. Journal of the American Chemical Society. 1949;71(6):1998-2006. doi: 10.1021/ja01174a028 8.
Longsworth LG. Tests of Flowing Junction Diffusion Cells with Interference Methods. Review of Scientific Instruments. 1950;21(6):524-8. doi: 10.1063/1.1745641 9.
Gosting LJ, Akeley DF. A Study of the Diffu-sion of Urea in Water at 25° with the Gouy Interfer-ence Method. Journal of the American Chemical Society. 1952;74(8):2058-60. doi: 10.1021/ja01128a060 10.
Lyons MS, Thomas JV. Diffusion Studies on Dilute Aqueous Glycine Solutions at 1 and 25° with the Gouy Interference Method. Journal of the American Chemical Society. 1950;72(10):4506-11. doi: 10.1021/ja01166a047 11.
Lyons PA, Sandquist CL. A study of the dif-fusion of n-butyl alcohol in water using the Gouy interference method. Journal of the American Chemical Society. 1953;75(16):3896-9. doi: 10.1021/ja01112a007 12.
Gosting LJ, Onsager L. A general theory for the Gouy diffusion method. Journal of the American Chemical Society. 1952;74(23):6066-74. doi: 10.1021/ja01143a071 13.
Chatterjee A. Diffusion Studies of Bovine Plasma Albumin at 25° with the Help of Jamin Inter-ference Optics. Journal of the American Chemical Society.1964;86(18):3640-2. doi: 10.1021/ja01072a010 14.
Chatterjee A. Measurement of the diffusion coefficients of sucrose in very dilute aqueous solu-tions using Jamin interference optics at 25. Journal of the American Chemical Society. 1964;86(5):793-5. doi: 10.1021/ja01059a009 15.
Gueudré L, Binder T, Chmelik C, Hibbe F, Ruthven DM, Kärger J. Micro-imaging by interfer-ence microscopy: A case study of orientation-dependent guest diffusion in MFI-type zeolite host crystals. Materials. 2012;5(4):721-40. doi: 10.3390/ma5040721 16.
Kärger J, Schemmert ULF., Vasenkov S. Application of interference microscopy – a novel route to study intracrystalline zeolitic diffusion. Ad-sorption Science and Technology: Proceedings of the Second Pacific Basin Conference on Adsorption Sci-ence and Technology: Brisbane, Australia, 14-18 May 2000. World Scientific, 2000:324. doi: 10.1142/9789812793331_0065. 17.
Heinke L, Kortunov P, Tzoulaki D, Castro M, Wright PA, Kärger J. Three-dimensional diffu-sion in nanoporous host-guest materials monitored by interference microscopy. EPL (Europhysics Let-ters). 2007;81(2):26002. doi: 10.1209/0295-5075/81/26002 18.
Gueudré L, Chmelik C, Kärger J. Diffusion anisotropy in a single crystal of silicalite-1 studied by interference microscopy. Diffusion Fundamen-tals. 2011;16:45.1-45.2 19.
Heinke L, Kortunov P, Tzoulaki D, Kärger J. The options of interference microscopy to explore the significance of intracrystalline diffusion and surface permeation for overall mass transfer on nanoporous materials. Adsorption. 2007;13(3-4):215-23. doi: 10.1007/s10450-007-9048-y 20.
Karge HG, Kärger J. Application of IR spectroscopy, IR microscopy, and optical interfer-ence microscopy to diffusion in zeolites. Adsorption and Diffusion. Springer Berlin Heidelberg, 2008:135-206. 21.
Schemmert U, Kärger J, Weitkamp J. Inter-ference microscopy as a technique for directly meas-uring intracrystalline transport diffusion in zeolites. Microporous and Mesoporous Materials. 1999;32(1):101-10. doi: 10.1016/S1387-1811(99)00095-5 22.
Geier O, Vasenkov S, Lehmann E, Kärger J, Rakoczy RA, Weitkamp J. 19-O-04-Interference microscopy as a tool of choice for investigating the role of crystal morphology in diffusion studies. Studies in Surface Science and Catalysis. 2001;135:154. doi: 10.1016/S0167-2991(01)81257-X 23.
Kärger J, Heinke L, Kortunov P, Vasenkov S. Looking into the crystallites: diffusion studies by interference microscopy. Studies in Surface Science and Catalysis. 2007;170:739-47. doi: 10.1016/S0167-2991(07)80915-3 24.
Lauerer A, Binder T, Haase J, Kärger J, Ruthven D.M. Diffusion of propene in DDR crystals studied by interference microscopy. Chemical Engi-neering Science. 2015;138:110-17. 25.
Beran PŘE, Vojáčková S, Porsch B. De-termination of the diffusion coefficients of T1+, As 3+, phenol, and quinolin-8-ol using the polarized light interference method. Journal of the Chemical Society, Chemical Communications. 1975;22:908a. doi: 10.1039/C3975000908A 26.
Holmes DE, Gatos HC. Convective Inter-ference and “Effective” Diffusion-Controlled Segre-gation during Directional Solidification under Stabi-lizing Vertical Thermal Gradients; Ge. Journal of The Electrochemical Society. 1981;128(2):429-37. 27.
Brudney N, Saunders L. A study by the Gouy interference method of the diffusion in water of potassium laurate. Journal of the Chemical Soci-ety. 1955:2916-21. doi: 10.1039/JR9550002916 28.
Pierobon M, Akyildiz IF. A statistical–physical model of interference in diffusion-based _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
14 molecular nanonetworks. IEEE Transactions on communications. 2014;62(6):2085-95. doi: 10.1109/TCOMM.2014.2314650 29.
Chertkov VG, Chalykh AY. Polarization-interference micromethod for the study of mutual diffusion in polymer systems. Polymer Bulletin. 1988;19(5):487-92. doi: 10.1007/BF00263919 30.
Kozenkov VM, Belyaev VV, Tumovskii GD, Spakhov AA. Translational and Rotation Self-Diffusion in Polymeric Systems Including Photo-and Thermo-Polymerized Systems by an Interference-Holography Method and a Method of Photo-Induced Optical Anisotropy //Reaction Kinetics in Condensed Matter RKCM’10-Moscow:128. doi: 10.1.1.456.9766. Russian. 31.
Taylor CV. The contractile vacuole in Euplotes: An example of the sol-gel reversibility of cytoplasm. Journal of Experimental Zoology Part A: Ecological Genetics and Physiology. 1923;37(3):259-89. doi: 10.1002/jez.1400370302 32.
Bensley RR. Plasmosin. The gel-and fiber-forming constituent of the protoplasm of the hepatic cell. The Anatomical Record. 1938;72(3):351-69. doi: 10.1002/ar.1090720308 33.
Seifriz W. Sol-gel transformation of proto-plasm. Revue d'hematologie. 1949;5(5-6):591-602. 34.
Reiner JM. A proposed mechanism for the sol-gel transformations. The Bulletin of Mathemati-cal Biophysics. 1965;27(1):105-112. doi: 10.1007/BF02477266 35.
Munder MC, Midtvedt D, Franzmann TM, Nueske E, Malinovska L, Otto O. A sol-gel transition of the cytoplasm driven by adaptive intracellular pH changes promotes entry into dormancy. Molecular Biology Of The Cell. 2015;26:8120. 36.
Kondo H. Ultrastructural consideration on the nature, sol and gel, of the aqueous cytoplasm in embedment-free section electron microscopy. Ad-vances in colloid and interface science. 2010;160(1):49-55. doi: 10.1016/j.cis.2010.07.003 37.
Martínez-Cancino R, Sotero RC. Modeling the effect of cytoplasm sol-gel transitions on mag-netization changes during MRI diffusion experiments in brain gray matter // International Journal of Bio-electromagnetism. 2008;10(4):269-80. 38.
Lewin RA. Sol-to-gel changes in the proto-plasm of prokaryotic algae. Algological Studies / Archiv für Hydrobiologie. 1994;1:67-71. 39.
Janmey PA. Gel-sol transition of the cyto-plasm and its regulation. AIP Conference Proceed-ings. 1991;226(1):304-25. doi: 10.1063/1.40599 40.
Luby-Phelps K. The Cytoplasm of Living Cells as a Reversible Gel Network. Physical Net-works: Polymers and gels. 1990:345 p. 41.
Nilsson L. Å. Qualitative analysis of acute phase protein antisera with the comparative interfer-ence diffusion-in-gel technique. International Ar-chives of Allergy and Immunology. 1968;33(1):16-28. 42.
Koyuncu I, Brant J, Lüttge A, Wiesner MR. A comparison of vertical scanning interferometry (VSI) and atomic force microscopy (AFM) for char-acterizing membrane surface topography. Journal of Membrane Science. 2006;278(1):410-7. doi: 10.1016/j.memsci.2005.11.039 43.
Farinas J, Verkman AS. Cell volume and plasma membrane osmotic water permeability in epithelial cell layers measured by interferometry. Biophysical journal. 1996;71(6):3511-22. doi: 10.1016/S0006-3495(96)79546-2 44.
Haruna M, Yoden K, Ohmi M, Seiyama A. Detection of phase transition of a biological mem-brane by precise refractive-index measurement based on the low coherence interferometry. Proc. SPIE. 2000;3915:188-93. doi: 10.1117/12.384155 45.
Honglin M, Zhihao Q. [Stretching Defor-mation Analysis of Biology Membrane Material by Interferometry Phase-shift Method]. Journal of Nan-jing Normal University (Natural Science Edition). 2009;32(03):42-6. Chinese. 46.
Zilker A, Engelhardt H, Sackmann E. Dy-namic reflection interference contrast (RIC-) mi-croscopy: a new method to study surface excitations of cells and to measure membrane bending elastic moduli. Journal De Physique. 1987;48(12):2139-51. doi: 10.1051/jphys:0198700480120213900 47.
Lambacher A, Fromherz P. Orientation of hemicyanine dye in lipid membrane measured by fluorescence interferometry on a silicon chip. The Journal of Physical Chemistry B. 2001;105(2):343-6. doi: 10.1021/jp002843i 48.
Chupa JA, McCauley JP, Strongin RM, Smith AB, Blasie JK, Peticolas LJ, Bean JC. Vecto-rially oriented membrane protein monolayers: pro-file structures via X-ray interferometry/holography. Biophysical journal. 1994;67(1):336-48. doi: 10.1016/S0006-3495(94)80486-2 49.
Gupta S, Dura JA, Freites JA, Tobias DJ, Blasie JK. Structural characterization of the voltage-sensor domain and voltage-gated K+-channel pro-teins vectorially oriented within a single bilayer membrane at the solid/vapor and solid/liquid inter-faces via neutron interferometry. Langmuir. 2012;28(28):10504-20. doi: 10.1021/la301219z 50.
Izzard CS, Lochner LR. Cell-to-substrate contacts in living fibroblasts: an interference reflex-ion study with an evaluation of the technique. Jour-nal of cell science. 1976;21(1):129-59. 51.
Baksh MM, Kussrow AK, Mileni M, Finn MG, Bornhop DJ. Label-free quantification of mem-brane-ligand interactions using backscattering inter-ferometry. Nature biotechnology. 2011;29(4):357-60. doi: 10.1038/nbt.1790 52.
Baksh MM, Lockwood A, Richards C, Finn MG, Heidary D. Label-Free Molecular Observations of Membrane-Associated Species using Backscat-tering Interferometry. Biophysical Journal. 2015;108(2):617a. 53.
Gerhart J, Haddad-Weiser G, Kussrow A, Bornhop D, Flowers R, Thévenin D. Backscattering _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
Payne JA, Lee TH, Anderson MA, Aguilar MI. Examination of the Interaction between a Mem-brane Active Peptide and Artificial Bilayers by Dual Polarisation Interferometry. Bio-protocol. 2017;7(1):e2087. doi: 10.21769/BioProtoc.2087 55.
Hirn R, Bayerl TM, Rädler JO, Sackmann E. Collective membrane motions of high and low amplitude, studied by dynamic light scattering and micro-interferometry. Faraday discussions. 1999;111:17-30. doi: 10.1039/A807883A 56.
Dana KJ. Three dimensional reconstruction of the tectorial membrane: an image processing method using Nomarski differential interference con-trast microscopy (Doctoral dissertation, Massachu-setts Institute of Technology). MIT, 1992, 96 p. 57.
Barroca T, Bon P, Lévêque-Fort S, Fort E. Supercritical self-interference fluorescence micros-copy for full-field membrane imaging. Proc. SPIE. 2013:858911. doi: 10.1117/12.2003736 58.
Gandorfer A, Scheler R, Schumann R, Hari-toglou C, Kampik A. Interference microscopy de-lineates cellular proliferations on flat mounted inter-nal limiting membrane specimens. British Journal of Ophthalmology. 2009;93(1):120-2. doi: 10.1136/bjo.2008.146514 59.
Erokhova LA, Novikov SM, Lazarev GL, Kazakova TA, Orlov DA, Indukaev KV, Maksimov GV. [Study of regular intracellular and membrane processes in neurons by laser interference micros-copy]. Bulletin of experimental biology and medi-cine. 2005;140(2):262-4. doi: 10.1007/s10517-005-0461-5. Russian. 60.
Wilson AD. Inplane displacement of a stressed membrane with a hole measured by holo-graphic interferometry. Applied optics. 1971;10(4):908-12. doi: 10.1364/AO.10.000908 61.
Röhler R, Sieger C. Analysis of asymmetri-cal membrane vibrations by holographic interferome-try. Optics Communications. 1978.25(3):297-300. doi: 10.1016/0030-4018(78)90132-3 62.
Ghislain LP, Webb WW. Force and mem-brane compliance measurements using laser interfer-ometry and optical trapping. Proc. SPIE (Hologra-phy, Interferometry, and Optical Pattern Recognition in Biomedicine III). 1993;1889:212-4. doi: 10.1117/12.155726 63.
Cheung DCL, Barnes TH, Haskell TG. Feedback interferometry with membrane mirror for adaptive optics. Optics communications. 2003;218(1):33-41. doi: 10.1016/S0030-4018(03)01188-X 64.
Kaizuka Y, Groves JT. Hydrodynamic damping of membrane thermal fluctuations near sur-faces imaged by fluorescence interference micros-copy. Physical review letters. 2006;96(11):118101. doi: 10.1103/PhysRevLett.96.118101 65.
Eom J, Park SJ, Lee BH. Noncontact photo-acoustic tomography of in vivo chicken chorioallan- toic membrane based on all-fiber heterodyne inter-ferometry. Journal of biomedical optics. 2015;20(10):106007. doi: 10.1117/1.JBO.20.10.106007 66.
Pande P, Shelton RL, Monroy GL, Nolan RM, Boppart SA. A mosaicking approach for in vivo thickness mapping of the human tympanic membrane using low coherence interferome-try.Journal of the Association for Research in Oto-laryngology. 2016;17(5):403-16. doi: 10.1007/s10162-016-0576-6 67.
Hernandez-Montes MDS, Santoyo FM, Munoz S, Perez C, de la Torre M, Flores M, Alva-rez, L. Surface strain-field determination of tym-panic membrane using 3D-digital holographic inter-ferometry. Optics and Lasers in Engineering, 2015;71:42-50. doi: 10.1016/j.optlaseng.2015.03.008 68.
Kimura Y. [Experimental study of the vi-bration analysis of tympanic membrane by holo-graphic interferometry]. Nippon Jibiinkoka Gakkai Kaiho. 1981;84(8):880-9. Japan. 69. del Socorro Hernández-Montes M, Solis SM, Santoyo FM. 3-D Digital holographic interfer-ometry as a tool to measure the tympanic membrane motion. Proc. SPIE. 2012;8413:A-1-A-6. doi: 10.1117/12.978227 70.
O'Neill MP, Bearden A. The amplitude and phase of basilar membrane motion in the turtle measured with laser-feedback interferometry. Bio-physics of Hair Cell Sensory Systems. World Scien-tific Singapore, 1993;398-405. 71.
Watanabe H, Kysar JW, Lalwani AK.. Mi-croanatomic analysis of the round window mem-brane by white light interferometry and microcom-puted tomography for mechanical amplifica-tion. Otology & Neurotology. 2014;35(4):672-8. 72.
King-Smith P, Fink BA, Nichols JJ, Nich-ols KK, Hill RM, Markakis GA. In vivo Measure-ment of the Thickness of Human Corneal Endothe-lium and Descemet's Membrane Using Interferome-try. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 2002;43(13):157. 73.
O'Brien RN, Zhao B. A new optical liquid membrane study technique: I. Use of holographic interferometry to obtain the refractive index of liq-uid membrane components. Journal of membrane science. 1984;20(3):297-304. doi: 10.1016/S0376-7388(00)82006-2 74.
Levy D, Weiser K. Use of a laser beam in-terference technique for the determination of the minority carrier diffusion length in layers of a p-n junction. Applied physics letters. 1995;66(14):1788-90. doi: 10.1063/1.113322 75.
Kim H, Patel BS, Kegeles G. Interference optical studies of restricted diffusion. The Journal of Physical Chemistry. 1962;66(10):1960-6. doi: 10.1021/j100816a035 76.
Marucci M, Pettersson SG, Ragnarsson G, Axelsson A. Determination of a diffusion coefficient _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
16 in a membrane by electronic speckle pattern interfer-ometry: a new method and a temperature sensitivity study. Journal of Physics D: Applied Physics. 2007;40(9):2870-80. doi: 10.1088/0022-3727/40/9/031 77.
Hook L, Davis WW, Kotin L. High-Speed Calculation of Diffusion Coefficients from Rayleigh Interference Fringes. Applied Optics. 1963;2(1):65-6. doi: 10.1364/AO.2.000066 78.
Seufert WD, O'Brien RN. Determination of diffusion coefficients from the progression of inter-ference fringes. The Journal of Physical Chemistry. 1984;88(5):829-32. doi: 10.1021/j150649a001 79.
He M, Guo Y, Zhong Q, Zhang Y. A New Method of Processing Mach–Zehnder Interference Fringe Data in Determination of Diffusion Coeffi-cient. International Journal of Thermophysics. 2009;30(6):1823-37. doi: 10.1007/s10765-009-0685-0 80.
Vasil'eva VI, Shaposhnik VA, Grigorchuk OV, Petrunya IP. The membrane–solution interface under high-performance current regimes of electrodi-alysis by means of laser interferometry. Desalination. 2006;192(1-3):408-14. doi: 10.1016/j.desal.2005.06.055 81.
Mahlab D, Yosef NB, Belfort G. Intrinsic membrane compaction and aqueous solute studies of hyperfiltration (reverse-osmosis) membranes using interferometry. ACS Symposium Series 1981;153:147–58 doi: 10.1021/bk-1981-0153.ch010 82.
Fernández-Sempere J, Ruiz-Beviá F, Sal-cedo-Díaz R, García-Algado P. Diffusion studies in polarized reverse osmosis processes by holographic interferometry. Optics and Lasers in Engineering. 2008;46(12):877-87. doi: 10.1016/j.optlaseng.2008.02.004 83.
Fernández-Sempere J, Ruiz-Beviá F, Sal-cedo-Díaz R, Garcia-Algado P. Measurement of con-centration profiles by holographic interferometry and modelling in unstirred batch reverse osmosis. Indus-trial & engineering chemistry research. 2006;45(21):7219-31. doi: 10.1021/ie060417z 84.
Fernández-Sempere J, Ruiz-Beviá F, Gar-cía-Algado P, Salcedo-Díaz R. Experimental study of concentration polarization in a crossflow reverse osmosis system using Digital Holographic Interfer-ometry. Desalination. 2010;257(1):36-45. doi: 10.1016/j.desal.2010.03.010 85.
Fernández-Sempere J, Ruiz-Beviá F, Sal-cedo-Díaz R, García-Algado P. Buoyancy effects in dead-end reverse osmosis: visualization by holo-graphic interferometry. Industrial & engineering chemistry research. 2007;46(6):1794-802. doi: 10.1021/ie061433z 86.
Fernández Sempere J. et al. Visualization by digital holographic interferometry of flux velocity effect in cross-flow reverse osmosis. Póster presen-tado en 11th Mediterranean Congress of Chemical Engineering, Barcelona, October 21-24, 2008. http://rua.ua.es/dspace/handle/10045/15257 87.
Xu Q, Tian W, You Z, Xiao J. Multiple beam interference model for measuring parameters of a capillary. Applied optics. 2015;54(22):6948-54. doi: 10.1364/AO.54.006948 88.
Zhang Y, Xu M, Tian W, Xu Q, Xiao J. Analysis of three-dimensional interference patterns of an inclined capillary. Applied optics. 2016;55(22):5936-44. doi: 10.1364/AO.55.005936 89.
Rosenwald SE, Nowall WB, Dontha N, Kuhr WG. Laser interference pattern ablation of a carbon fiber microelectrode: Biosensor signal en-hancement after enzyme attachment. Analytical chemistry. 2000;72(20):4914-20. 90.
Qi S, Liu Y, Yang X, Xu T, Chen G, Zhang C, Tian J. Measurement of nonlinear refractive in-dex of ethyl red by interference of capillary. Optics Communications. 2008;281(23):5902-4. doi: 10.1016/j.optcom.2008.08.044 92.
Nisi H. Measurement of Capillary Con-stants of Viscous Liquids by Means of Interference Fringes. Proceedings of the Physico-Mathematical Society of Japan. 3rd Series. 1919;1(3):40-2. doi: 10.11429/ppmsj1919.1.3_40 93.
Kubota M. Interference effects in a capil-lary arc excitation source for emission spectrometry. Analytica Chimica Acta. 1978;96(1):55-62. doi: 10.1016/S0003-2670(01)93395-1 94.
Deng Y, Li B. On-column refractive-index detection based on retroreflected beam interference for capillary electrophoresis. Applied optics. 1998;37(6):998-1005. doi: 10.1364/AO.37.000998 95.
Jicun R, Yanzhuo D, Jieke C. [Separation and Determination of Polylols by High-performance Capillary Electrophoresis With Laser-based Inter-ference Refractive Index Detector]. Chinese Journal of Analytical Chemistry. 1993;21(12):1374-7. Chi-nese. 96.
Peng W, Liu Y, Zhang X, Cheng F, Han M. High sensitivity evanescent field refractometer based on modal interference in micro-capillary wall. IEEE Sensors Journal. 2014;14(2):430-5. doi: 10.1109/JSEN.2013.2283972 97.
Sørensen HS, Larsen NB, Latham JC, Bornhop DJ, Andersen PE. Highly sensitive bio-sensing based on interference from light scattering in capillary tubes. Applied physics letters. 2006;89(15):151108. doi: 10.1063/1.2356380 98.
Sonehara T, Kojima K, Irie T. Fluorescence correlation spectroscopy excited with a stationary interference pattern for capillary electrophoresis. Analytical chemistry. 2002;74(19):5121-31. doi: 10.1021/ac0201326 99.
Xiong B, Miao X, Zhou X, Deng Y, Zhou P, Hu J. Simultaneous coaxial thermal lens spectros- _________________________________________________________________________________ MORPHOLOGIA • 2017 • Том 11 • № 4 • МОРФОЛОГІЯ
Градов О.В., Насіров Ф.А., Скринник А.А., Яблоков А.Г. Просте методичне пристосування для мікроін'єкторних маніпуляцій і вимірювань на електроморфологічному чипі при мікроінтерферо-метричному контролі інтерфейсних і мембранних процесів на діапазоні товщини від 50 до 10000 ангстрем під різними кутами. Реферат.
Мікроманіпуляції, перфузії і вимірювання, що проводяться з використанням скляних мік-роелектродів, заповнених, як правило, електролітом, є класичною технікою експериментально-морфологічних і мембранно-електрофізіологічних досліджень на рівні окремих клітин і мембранних по-верхонь. Стандартний (ефективний) діаметр скляного мікроелектрода в кінцевій області становить від 500 нм до менш ніж 100 нм, що перешкоджає використанню стандартних оптичних мікроскопів для його спостереження, відповідно до оптичних критеріїв (критерій Релєя і т.п.), оскільки при діаметрі конуса менше 500 нм він губиться в інтерференційної облямівці. Мікропроцесорним програмуванням пуллера (мікрокузні), що забезпечує витягування і розрив, хоча і можна досягти в відомих режимах заданих форм і діаметра кінця мікропіпеток, цей результат не є в повній мірі контрольованим в силу вищевказаних об-межень. У зв'язку з цим необхідне створення пристроїв контролю кінцевого фрагмента мікропіпеток як при отриманні, так і при експлуатації (внутрішньоклітинному або екстрацелюлярному введенні) в штат-ному режимі. При цьому необхідно, щоб даний метод дозволяв візуалізувати на зображенні клітини з мікроелектродами в реальному часі процеси, що відбуваються між ними, в залежності від типу і стану електрода, що дозволить нівелювати артефакти, з частотою систематичної помилки, що виникають при неконтрольованій експлуатації кінця мікропіпеток після застосування різних способів заливки електролі-ту (капілярного по Тасакі; вакуумного заповнення; заповнення спиртом з подальшим витісненням спирту по еквівалентній об'ємній характеристиці електролітом; заливка легкоплавкими сплавами як альтернати-ва рідким електролітам, що полегшує введення контакту хлорсрібного дроту). Нами пропонується конфі-гурація установки, що вирішує всі вищевказані проблеми шляхом введення інтерферометричного при-строю для мікроскопічного контролю мікроелектродів і мікроманіпулятора або мікроперфузора, вперше для даного типу оптичних приладів комбінованого з інтерферометричною оптичною схемою.
Ключові слова: мікроелектроди, мікроінтерферометр, мікроперфузія, патч-кламп, мікроманіпуля-ція, перфузія одиночних клітин, цитоелектрофізіологічний чіп.мікроелектроди, мікроінтерферометр, мікроперфузія, патч-кламп, мікроманіпуля-ція, перфузія одиночних клітин, цитоелектрофізіологічний чіп.